Journal of Electrochemistry Volume 17 Issue 3 Special Issue of Chemo/Biosensing Technology(Editor: Professor ZHANG Zongrang) 2011-08-28 Development of dehydrogenase-based bioanode using poly(phenosafranin)-functionalized SWCNT nanocomposites and its application to ethanol biosensor S. Saleh Farhana Okajima Takeyoshi Mao Lanqun Takeo Ohsaka Recommended Citation S. Saleh Farhana, Okajima Takeyoshi, Mao Lanqun, and Takeo Ohsaka (2011) "Development of dehydrogenase-based bioanode using poly(phenosafranin)-functionalized SWCNT nanocomposites and its application to ethanol biosensor," Journal of Electrochemistry: Vol. 17: Iss. 3, Article 2. Available at: https://jelectrochem.xmu.edu.cn/journal/vol17/iss3/2 This Special Issue Article is brought to you for free and open access by Journal of Electrochemistry. It has been accepted for inclusion in Journal of Electrochemistry by an authorized editor of Journal of Electrochemistry. ! １７ " !３ # Ｖｏｌ． １７ !"# ２０１１ $ ８ % ＥＬＥＣＴＲＯＣＨＥＭＩＳＴＲＹ Ｎｏ． ３ Ａｕｇ． ２０１１ Ａｒｔｉｃａｌ ＩＤ：１００６３４７１（２０１１）０３０２６３０８ Ｄｅｖｅｌｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ＤｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅＢａｓｅｄ Ｂｉｏａｎｏｄｅ Ｕｓｉｎｇ Ｐｏｌｙ （ Ｐｈｅｎｏｓａｆｒａｎｉｎ） Ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚｅｄ ＳＷＣＮＴ Ｎａｎｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ａｎｄ ｉｔｓ Ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｔｏ Ｅｔｈａｎｏｌ Ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ Ｆａｒｈａｎａ Ｓ． Ｓａｌｅｈ１ ， Ｔａｋｅｙｏｓｈｉ Ｏｋａｊｉｍａ１ ， ＭＡＯ Ｌａｎｑｕｎ２ ， Ｔａｋｅｏ Ｏｈｓａｋａ１ （１． Ｄｅｐａｒｔｍｅｎｔ ｏｆ Ｅｌｅｃｔｒｏｎｉｃ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， Ｉｎｔｅｒｄｉｓｃｉｐｌｉｎａｒｙ Ｇｒａｄｕａｔｅ Ｓｃｈｏｏｌ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ， Ｔｏｋｙｏ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ， ４２５９ Ｎａｇａｔｓｕｔａ， Ｍｉｄｏｒｉｋｕ， Ｙｏｋｏｈａｍａ ２２６８５０２， Ｊａｐａｎ； ２． Ｂｅｉｊｉｎｇ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ ｆｏｒ Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ， Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ， ｔｈｅ Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ（ ＣＡＳ） ， Ｂｅｉｊｉｎｇ １００１９０， Ｃｈｉｎａ） Ａｂｓｔｒａｃｔ： Ａ Ｎｅｗ ｔｙｐｅ ｏｆ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅｂａｓｅｄ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｅｔｈａｎｏｌ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｗａｓ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ ｕ ｓｉｎｇ ａｌｃｏｈｏｌ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ （ ＡＤＨ） ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｅｄｇｅｐｌａｎｅ ｐｙｒｏｌｙｔｉｃ ｇｒａｐｈｉｔｅ （ ＥＰ ＰＧ） ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｗｉｔｈ ｐｏｌｙ（ ｐｈｅｎｏｓａｆｒａｎｉｎ） ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚｅｄ ｓｉｎｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅ （ ＰＰＳ ＳＷＣＮＴ） ． Ｔｈｅ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｗａｓ ｐｒｅｐａｒｅｄ ｂｙ ｅｌｅｃｔｒｏｐｏｌｙｍｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｈｅ ｎｏｓａｆｒａｎｉｎ ｏｎ ｔｈｅ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｗｈｉｃｈ ｗａｓ ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｃｏａｔｅｄ ｗｉｔｈ ＳＷＣＮＴ． Ｔｈｅ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｗａｓ ｅｖａｌｕａｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ｃｙｃｌｉｃ ｖｏｌｔａｍｍｅｔｒｙ ａｎｄ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｙ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ． Ｔｈｅ ｆａｂｒｉｃａｔｅｄ ｅｔｈａｎｏｌ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ａ ｒｅａｓｏｎａｂｌｅ ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ２． ０ μＡ· ｃｍ － ２ ·ｍｍｏｌ － １ ·Ｌ ａｎｄ ａ ｌｏｗ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｌｉｍｉｔ （３６ μｍｏｌ·Ｌ － １ ） ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈ ａｎｏｌ ｗｉｔｈ ａ ｌｉｎｅａｒ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｄｅｐｅｎｄｅｎｃｅ ｕｐｔｏ ～ １． ０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ａｔ ａ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ０． ２ Ｖ． Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ： ｐｈｅｎｏｓａｆｒａｎｉｎ； ｅｌｅｃｔｒｏｐｏｌｙｍｅｒｉｚａｔｉｏｎ； ＮＡＤＨ； ＳＷＣＮＴ； ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｉｓ ＣＬＣ Ｎｕｍｂｅｒ： Ｏ６４６； ＴＰ２１２． ３ Ｄｏｃｕｍｅｎｔ Ｃｏｄｅ： Ａ １ Ｉｎｔｒｏｄｕｃｔｉｏｎ Ｔｈｅ ｑｕａｎｔｉｔａｔｉｖｅ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔ ｏｆ ａｌｃｏｈｏｌ ｉｓ ｖｅｒｙ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｆｏｒ ｃｌｉｎｉｃａｌ ａｎｄ ｆｏｒｅｎｓｉｃ ｐｕｒｐｏｓｅｓ ｉｎ ｔｈｅ ａｎ ａｌｙｓｅｓ ｏｆ ｈｕｍａｎ ｂｒｅａｔｈ ［１］ ． Ｅｔｈａｎｏｌ ｉｓ ａｎ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｃｏｍｐｏｕｎｄ ｉｎ ｍｅｄｉｃｉｎｅ， ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ ａｎｄ ｔｈｅ ｆｏｏｄ ｉｎｄｕｓｔｒｙ， ｅｔｃ． ，ａｎｄ ｉｔ ｉｓ ｏｆｔｅｎ ｍｏｎｉｔｏｒｅｄ ｆｏｒ ｔｏｘｉｃｏｌｏｇｉ ｃａｌ ａｎｄ ｐｓｙｃｈｏｌｏｇｉｃａｌ ｅｆｆｅｃｔｓ ［２］ ． Ｉｎ ｃｅｒｔａｉｎ ｉｎｄｕｓｔｒｉａｌ ｆｉｅｌｄｓ， ｓｕｃｈ ａｓ ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ ａｎｄ ｄｉｓｔｉｌｌａｔｉｏｎ， ｔｈｅ ｅｔｈａ ｖｅｎ ａｌｃｏｈｏｌ ｐｏｉｓｏｎｉｎｇ ［３］ ． Ｓｏｍｅ ａｎａｌｙｔｉｃａｌ ｍｅｔｈｏｄｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｄｅｖｅｌｏｐｅｄ ｄｕｒｉｎｇ ｔｈｅ ｙｅａｒｓ ｆｏｒ ｔｈｅ ｄｅｔｅｒｍｉ ｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ． Ａｎ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｅｎｚｙｍｅｂａｓｅｄ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｉｓ ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｂｅｓｔ ｃｈｏｉｃｅｓ ｆｏｒ ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ ａ ｎａｌｙｓｉｓ ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅｉｒ ｇｏｏｄ ｓｅｌｅｃｔｉｖｉｔｙ， ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ， ｒａｐｉｄ ｒｅｓｐｏｎｓｅ， ｍｉｎｉａｔｕｒｅ ｓｉｚｅ， ａｎｄ ｒｅｐｒｏｄｕｃｉｂｌｅ ｒｅｓｕｌｔｓ ［４］ ． Ｔｈｅ ｇｏｏｄ ｓｅｌｅｃｔｉｖｉｔｙ ｉｓ ａｔｔｒｉｂｕｔｅｄ ｔｏ ｔｈｅ ｓｐｅｃｉｆｉｃ ｃａｔａｌ ｙｓｉｓ ｂｙ ｔｈｅ ｅｎｚｙｍｅ． ｎｏｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｃａｎ ｒｅａｃｈ ｔｏｘｉｃ ｌｅｖｅｌｓ， ｃａｕｓｉｎｇ ｉｎ Ｉｎ ｍｏｓｔ ｃａｓｅｓ， ＮＡＤ ＋ （ ｔｈｅ ｏｘｉｄｉｚｅｄ ｆｏｒｍ ｏｆ β ｎｉｃｏｔｉｎａｍｉｄｅ ａｄｅｎｉｎｅ ｄｉｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ （ ＮＡＤＨ ） ） ｄｅ ｊｕｎｃｔｉｖａ， ｉｒｒｉｔａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｓｋｉｎ ａｎｄ， ａｔ ｈｉｇｈ ｌｅｖｅｌｓ， ｅ ｒｅａｇｅｎｔ ｆｏｒ ｔｈｅｉｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎｉｎｇ． Ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｆｌａｍｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｎａｓａｌ ｍｕｃｏｕｓ ｍｅｍｂｒａｎｅ ａｎｄ ｃｏｎ Ｒｅｃｅｉｖｅｄ： ２０１００６０７ ｐｅｎｄｅｎｔ ｅｎｚｙｍｅｂａｓｅｄ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒｓ ｒｅｑｕｉｒｅ ＮＡＤＨ ａｓ ａ Ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｉｎｇ ａｕｔｈｏｒ， Ｔｅｌ：（８１４５）９２４５４０４， Ｅｍａｉｌ：ｏｈｓａｋａ＠ ｅｃｈｅｍ． ｔｉｔｅｃｈ． ａｃ． ｊｐ Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｗｏｒｋ ｗａｓ ｆｉｎａｎｃｉａｌｌｙ ｓｕｐｐｏｒｔｅｄ ｂｙ ＧｒａｎｔｉｎＡｉｄ ｆｏｒ Ｓｃｉｅｎｔｉｆｉｃ Ｒｅｓｅａｒｃｈ （ Ａ） （ Ｎｏ． １９２０６０７９） ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｍｉｎｉｓｔｒｙ ｏｆ Ｅｄｕ ｃａｔｉｏｎ， Ｃｕｌｔｕｒｅ， Ｓｐｏｒｔｓ， Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ （ ＭＥＸＴ） ， Ｊａｐａｎ， Ｔｏｋｙｏ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ Ｇｌｏｂａｌ ＣＯＥ Ｐｒｏｇｒａｍ ｆｏｒ Ｅｎｅｒｇｙ Ｓｃｉｅｎｃｅ， ａｎｄ ＪａｐａｎＣｈｉｎａ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｐｒｏｇｒａｍ ｏｎ Ｅｎｚｙｍｅｂａｓｅｄ Ｂｉｏｆｕｅｌ Ｃｅｌｌｓ ｏｒｇａｎｉｚｅｄ ａｎｄ ｓｐｏｎｓｏｒｅｄ ｂｙ Ｊａｐａｎ Ｓｃｉｅｎｃｅ ａｎｄ Ｔｅｃｈ ｎｏｌｏｇｙ （ ＪＳＴ） ａｎｄ Ｎａｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅ Ｆｏｕｎｄａｔｉｏｎ ｏｆ Ｃｈｉｎａ （ ＮＳＦＣ） ． · ２６４· ! " ２０１１ $ # ｗｉｔｈ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ （ ＣＮＴｓ ） ｈａｓ ｂｅｅｎ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｓｅｎｓｏｒｓ ［２５２８］ ． ｔｉｏｎ， ｔｈｕｓ ａｌｌｏｗｉｎｇ ｔｈｅ ｐｒｅｆｅｒａｂｌｅ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｄｅ ｇｅｎａｓｅｂａｓｅｄ ｅｔｈａｎｏｌ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｂｙ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｉｎｇ ａｌｃｏ ｓｏｒｓ （ ｐｈｅｎｏｓａｆｒａｎｉｎ） （ ＰＰＳ） ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚｅｄ ＳＷＣＮＴ ｎａｎｏ ｐｒｏｄｕｃｅ ａｎ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｉｓ ｆｏｒ ＮＡＤＨ ｅｌｅｃｔｒｏｏｘｉｄａ ｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ ｅｎｚｙｍｅ ｂａｓｅｄ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｂｉｏｓｅｎ ［５７］ ． Ｃｏｎｃｅｒｎｉｎｇ ｅｎｚｙｍｅ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ Ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｔ ｗｏｒｋ ａｉｍｓ ａｔ ｄｅｖｅｌｏｐｉｎｇ ｄｅｈｙｄｒｏ ｈｏｌ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ （ ＡＤＨ） ｏｎ ｔｈｅ ｓｕｒｆａｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｐｏｌｙ ＣＮＴｓｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ， ｔｈｅｙ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅ． Ｐｒｅｖｉｏｕｓｌｙ ｗｅ ｈａｖｅ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏ ｑｕｅｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ｕｎｉｑｕｅ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ＣＮＴｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｌｙｔｉｃ ｇｒａｐｈｉｔｅ （ ＢＰＰＧ） ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｗｉｔｈ ＰＰＳ ｆｉｌｍ ｐｒｅ ｐｏｓｓｅｓｓ ｉｍｐｒｏｖｅｄ ａｎａｌｙｔｉｃａｌ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ａｓ ａ ｃｏｎｓｅ ｃａｔａｌｙｔｉｃ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤＨ ｂｙ ｔｈｅ ｂａｓａｌｐｌａｎｅ ｐｙｒｏ ｗｅｌｌｋｎｏｗｎ ａｄｖａｎｔａｇｅｓ ｏｆ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｄｅｓｉｇｎｓ ｐａｒｅｄ ｂｙ ｅｌｅｃｔｒｏｐｏｌｙｍｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｐｈｅｎｏｓａｆｒａｎｉｎ （ ＰＳ） ｒｅｎｔ ［８］ ． Ｍａｎｙ ｒｅｃｅｎｔ ｓｔｕｄｉｅｓ ｈａｖｅ ａｉｍｅｄ ａｔ ｔｈｅ ｆｕｎｃ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ － ０． ４５８ Ｖ ａｔ ｐＨ ７． ０ ［２９］ ． Ｗｅ ｈａｖｅ ａｌｓｏ ｓｕｃｈ ａｓ ｓｉｍｐｌｅ ｒｅｎｅｗａｂｉｌｉｔｙ ａｎｄ ｌｏｗ ｂａｃｋｇｒｏｕｎｄ ｃｕｒ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ａｎ Ｎｓｕｂｓｔｉｔｕｔｅｄ ｐｈｅｎａｚｉｎｅ ｗｉｔｈ ａ ｈａｌｆｗａｖｅ ｔｉｏｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ＣＮＴｓ ｗｉｔｈ ｖａｒｉｏｕｓ ｍｏｌｅｃｕｌｅｓ ｕｓｉｎｇ ｃｏ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ａｎ ｅｘｃｅｌｌｅｎｔ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｉｓ ｏｆ ＰＰＳｆｕｎｃｔｉｏｎ ｃｈｅｓ ［１１１２］ ｉｎ ｏｒｄｅｒ ｔｏ ｏｂｔａｉｎ ｄｅｓｉｒｅｄ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ． Ｔｈｅ （ ＥＰＰＧ） ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ＮＡＤＨ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ［２８］ ． Ｈｅｒｅ， ｖａｌｅｎｔ ［９１０］ ｏｒ ｎｏｎｃｏｖａｌｅｎｔ ｂｏｎｄ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ａｐｐｒｏａ ａｌｉｚｅｄ ＳＷＣＮＴ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｅｄｇｅｐｌａｎｅ ｐｙｒｏｌｙｔｉｃ ｇｒａｐｈｉｔｅ ｃｏｖａｌｅｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｉｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｆｏｒｍａｔｉｏｎ ｏｆ ｂｙ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｉｎｇ ＡＤＨ ｏｎｔｏ ｔｈｅ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｎａｎｏｃｏｍ ｃｕｌｅｓ， ｗｈｉｌｅ ｔｈｅ ｎｏｎｃｏｖａｌｅｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｉｓ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ） ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｗａｓ ｆａｂｒｉｃａｔｅｄ． Ｔｈｅ ｃｈｅｍｉｃａｌ ｂｏｎｄｓ ｂｅｔｗｅｅｎ ＣＮＴｓ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｍｏｌｅ ｂａｓｅｄ ｏｎ ａｄｓｏｒｐｔｉｏｎ， ｗｒａｐｐｉｎｇ， πｓｔａｃｋｉｎｇ， ｏｒ ｈｙ ｐｏｓｉｔｅ ｆｉｌｍ， ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅｂａｓｅｄ ｅｔｈａｎｏｌ （ ＡＤＨ ／ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｒｅｓｕｌｔｓ ｓｈｏｗｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ＡＤＨ ａｎｄ ＰＰＳＳＷＣ ｄｒｏｐｈｏｂｉｃ ／ ππ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ， ｅｔｃ． Ａｍｏｎｇ ｔｈｅ ｍａｎｙ ＮＴ ｎａｎｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅｂａｓｅｄ ｂｉｏａｎｏｄｅ ｐｏｓｓｅｓｓｅｓ ａｎ ｅｆｆｉ ｃｈｅｍｉｃａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｃａｎ ｐｒｏｖｉｄｅ ａｎ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ， ２ ｄｉｆｆｅｒｅｎｔ ｓｔｒａｔｅｇｉｅｓ ｔｏ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚｅ ＣＮＴｓ， ｅｌｅｃｔｒｏ ｃｌｅａｎ， ａｎｄ ｍｏｒｅ ｖｅｒｓａｔｉｌｅ ａｌｔｅｒｎａｔｉｖｅ ［１３］ ． Ｆａｂｒｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ＣＮＴｓ ／ ｃｏｎｄｕｃｔｉｎｇ ｐｏｌｙｍｅｒ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ｈａｓ ｂｅｃｏｍｅ ｏｆ ｇｒｅａｔ ｉｎｔｅｒｅｓｔ ｓｉｎｃｅ ｔｈｅ ＣＮＴｓ ｃａｎ ｉｍｐｒｏｖｅ ｔｈｅ ｅｌｅｃ ｔｒｉｃａｌ ａｎｄ ｍｅｃｈａｎｉｃａｌ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｐｏｌｙｍｅｒｓ． Ｉｔ ｈａｓ ｂｅｅｎ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｅｄ ｔｈａｔ ｔｈｅ ＣＮＴｓ ／ ｃｏｎｄｕｃｔｉｎｇ ｐｏｌｙｍｅｒ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ｐｏｓｓｅｓｓ ｔｈｅ ｏｒｉｇｉｎａｌ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｉｎｄｉ ｃｉｅｎｔ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｆｏｒ ｅｔｈａｎｏｌ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ． ２． １ Ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ Ｃｈｅｍｉｃａｌｓ ａｎｄ Ｒｅａｇｅｎｔｓ Ｓｉｎｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅ （ ＳＷＣＮＴ） ｗｉｔｈ ａ ｄｉａｍｅｔｅｒ ＝ １． ２ ～ １． ５ ｎｍ ａｎｄ ａ ｌｅｎｇｔｈ ＝ ２ ～ ５ μｍ ｗｅｒｅ ｐｕｒｃｈａｓｅｄ ｆｒｏｍ Ａｌｄｒｉｃｈ （ Ｔｏｋｙｏ， Ｊａｐａｎ） ． Ｐｈｅｎｏｓａｆｒａｎｉｎ （ ＰＳ） ｗａｓ ｐｕｒｃｈａｓｅｄ ｆｒｏｍ Ａｃｒｏｓ Ｏｒ ｖｉｄｕａｌ ｃｏｍｐｏｎｅｎｔｓ ｗｉｔｈ ａ ｓｙｎｅｒｇｉｓｔｉｃ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ［１４１６］ ． ｇａｎｉｃｓ （ Ｇｅｅｌ， Ｂｅｌｇｉｕｍ） ． Ｏｘｉｄｉｚｅｄ ｆｏｒｍ ｏｆ βｎｉｃｏｔｉｎ ａｍｉｄｅ ａｄｅｎｉｎｅ ｄｉｎｕｌｅｏｔｉｄｅ （ ＮＡＤ ＋ ， Ｏｒｉｅｎｔａｌ Ｙｅａｓｔ ＮＴｓ） ／ ｐｏｌｙ （３ｏｃｔｙｌｔｈｉｏｐｈｅｎｅ） ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｃｏｈｏｌ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ （ ＡＤＨ） ｆｒｏｍ Ｂａｋｅｒ′ｓ ｙｅａｓｔ， ｄｅ Ｆｏｒ ｅｘａｍｐｌｅ， ｓｉｎｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ （ ＳＷＣ ｓｈｏｗｎ ｔｏ ｈａｖｅ ｇｏｏｄ ｐｈｏｔｏｖｏｌｔａｉｃ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ［１７］ ， ａｎｄ Ｃｏ． Ｌｔｄ． ， Ｔｏｋｙｏ， Ｊａｐａｎ） ｗａｓ ｕｓｅｄ ａｓ ｒｅｃｅｉｖｅｄ． Ａｌ ｈｙｄｒａｔｅｄ ｅｔｈａｎｏｌ ａｎｄ ２５％ ｇｌｕｔａｒａｌｄｅｈｙｄｅ （ ＧＡ） ｓｏ ＣＮＴｓ ／ ｐｏｌｙａｎｉｌｉｎｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｂｅ ａ ｌｕｔｉｏｎ ｉｎ ｗａｔｅｒ ｗｅｒｅ ｐｕｒｃｈａｓｅｄ ｆｒｏｍ Ｗａｋｏ （ Ｊａｐａｎ） ． ｃｈａｒｇｅ ｃａｐａｃｉｔｙ， ｌｏｗｃｈａｒｇｅ ｖｏｌｔａｇｅ ａｎｄ ｈｉｇｈｄｉｓ Ｓｉｇｍａ （ ＵＳＡ） ． ＴｒｉｓＨＣｌ ｂｕｆｆｅｒ ｓｏｌｕｔｉｏｎ （ ＴＢＳ； ０． ０５ ｇｏｏｄ ｍａｔｅｒｉａｌ ｉｎ ｂａｔｔｅｒｉｅｓ ｗｉｔｈ ａ ｈｉｇｈｃｈａｒｇｅｄｉｓ ｃｈａｒｇｅ ｖｏｌｔａｇｅ ［１８］ ． Ｓｏ ｆａｒ， ｓｅｖｅｒａｌ ｃｏｎｄｕｃｔｉｎｇ ｐｏｌｙ ｍｅｒｓ ｓｕｃｈ ａｓ ｐｏｌｙｐｙｒｒｏｌｅ， ｐｏｌｙａｎｉｌｉｎｅ， ｐｏｌｙｐｈｅｎｏｔｈｉａ ｚｉｎｅ， ｐｏｌｙｔｈｉｏｐｈｅｎｅ ａｎｄ ｔｈｅｉｒ ｄｅｒｉｖａｔｉｖｅｓ ｈａｖｅ ｂｅｅｎ ｕｓｅｄ ｔｏ ｆａｂｒｉｃａｔｅ ＣＮＴｓ ／ ｐｏｌｙｍｅｒ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ［１９２３］ ． Ｈｏｗｅｖｅｒ， ｔｈｅｒｅ ａｒｅ ｌｉｍｉｔｅｄ ｓｔｕｄｉｅｓ ｏｎ ｔｈｅ ＣＮＴｓ ／ ｐｏｌｙ （ ｐｈｅｎａｚｉｎｅ ） ｄｙｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ［２４］ ， ａｌｔｈｏｕｇｈ ｐｏｌｙ （ ｐｈｅｎａｚｉｎｅ） ｄｙｅｓ ａｒｅ ｗｉｄｅｌｙ ｕｓｅｄ ａｓ ｒｅｄｏｘ ｍｅｄｉａｔｏｒｓ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｓｅｎｓｏｒｓ ａｎｄ ｂｉｏ Ｂｏｖｉｎｅ ｓｅｒｕｍ ａｌｂｕｍｉｎ （ ＢＳＡ ） ｗａｓ ｐｕｒｃｈａｓｅｄ ｆｒｏｍ ｍｏｌ·Ｌ － １ ， ｐＨ ８． ２） ｗａｓ ｕｓｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｓｕｐｐｏｒｔｉｎｇ ｅｌｅｃ ｔｒｏｌｙｔｅ ｆｏｒ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔｓ． Ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎｓ ｔｈｒｏｕｇｈｏｕｔ ｔｈｉｓ ｗｏｒｋ ｗｅｒｅ ａｌｗａｙｓ ｐｒｅｐａｒｅｄ ｕｓｉｎｇ ｄｅｉ ｏｎｉｚｅｄ ｗａｔｅｒ ｆｒｏｍ ａ ＭｉｌｌｉＱ ｗａｔｅｒ ｓｙｓｔｅｍ （ Ｍｉｌｌｉｐｏｒｅ， Ｊａｐａｎ ） ． Ｅｄｇｅｐｌａｎｅ ｐｙｒｏｌｙｔｉｃ ｇｒａｐｈｉｔｅ （ ＥＰＰＧ ） （ Ｂｉｏａｎａｌｙｔｉｃａｌ Ｓｙｓｔｅｍｓ Ｉｎｃ． （ ＢＡＳ） ； ３ ｍｍ ｉｎ ｄｉａｍｅ ｔｅｒ） ｄｉｓｋ ｗａｓ ｕｓｅｄ ａｓ ｔｈｅ ｗｏｒｋｉｎｇ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ． Ａｌｌ ｏｆ ｔｈｅ ｏｔｈｅｒ ｃｈｅｍｉｃａｌｓ ｗｅｒｅ ｏｆ ａｎａｌｙｔｉｃａｌ ｇｒａｄｅ ａｎｄ ｗｅｒｅ !３ # Ｆａｒｈａｎａ Ｓ． Ｓａｌｅｈ &：'()*+,-./0123456789:;<=>?@A ｕｓｅｄ ｗｉｔｈｏｕｔ ｆｕｒｔｈｅｒ ｐｕｒｉｆｉｃａｔｉｏｎ． ２． ２ Ａｐｐａｒａｔｕｓ ａｎｄ Ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ Ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｓ Ｃｙｃｌｉｃ ｖｏｌｔａｍｍｅｔｒｉｃ ａｎｄ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｍｅａｓｕｒｅ ｍｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ ｗｉｔｈ ａｎ ＡＬＳ ＣＨＩ ７５０Ｃｚ ｅｌｅｃ ｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ａｎａｌｙｚｅｒ （ Ｅｃｏ Ｃｈｅｍｉｅ， Ｕｌｔｅｃｈｔ， Ｔｈｅ Ｎｅｔｈｅｒｌａｎｄｓ） ｕｓｉｎｇ ａ ｃｏｎｖｅｎｔｉｏｎａｌ ｔｗｏｃｏｍｐａｒｔｍｅｎｔ ｔｈｒｅｅｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｓｙｓｔｅｍ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｐｒｅｐａｒｅｄ ｂｉｏａｎｏｄｅｓ ａｓ ｗｏｒｋｉｎｇ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ， ａ ｓｐｉｒａｌ Ｐｔ ｗｉｒｅ ａｓ ｃｏｕｎｔｅｒ ｅｌｅｃ ｔｒｏｄｅ ａｎｄ ａ Ａｇ ｜ ＡｇＣｌ ｜ ＫＣｌ（ ｓａｔ． ） ａｓ ｒｅｆｅｒｅｎｃｅ ｅｌｅｃ · ２６５· ｔｒｉｃｅｓ． Ｆｏｒ ａｔｔａｃｈｉｎｇ ｔｈｅ ｅｎｚｙｍｅ ｌａｙｅｒ， ｔｙｐｉｃａｌｌｙ ４． ５ μＬ ｏｆ ＡＤＨＢＳＡＧＡ ｍｉｘｔｕｒｅ （ ２ μＬ ｏｆ ２０ ｍｇ ／ ｍＬ ＡＤＨ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ · Ｌ － １ ＴＢＳ， ｐＨ ８． ２ ＋ １ －１ μＬ １％ （ ｂｙ ｍａｓｓ） ＢＳＡ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ · Ｌ ＴＢＳ， ｐＨ ８． ２ ＋ １． ５ μＬ １％ （ ｂｙ ｍａｓｓ） ＧＡ （ ｉｎ ｗａ ｔｅｒ） ｗａｓ ｐｕｔ ｏｎ ｔｈｅ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ａｎｄ ａｉｒｄｒｉｅｄ ａｔ ｒｏｏｍ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｆｏｒ ａｔ ｌｅａｓｔ １ ｈ． Ｔｈｅ ｅ ｌｅｃｔｒｏｄｅ ａｓｓｅｍｂｌｙ ｆａｂｒｉｃａｔｅｄ （ ｎａｍｅｄ ａｓ ＡＤＨ ／ ＰＰＳ ＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ） ｉｓ ｓｃｈｅｍａｔｉｃａｌｌｙ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｓｃｈｅｍｅ １． ｔｒｏｄｅ． Ｔｈｅ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｓ ｏｆ ｔｈｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｓｅｎｓｏｒ ｆａｂｒｉｃａｔｅｄ ｗｅｒｅ ｐｅｒｆｏｒｍｅｄ ｉｎ ０． １ ｍｏｌ · Ｌ － １ ＰＢＳ， ｓｔｉｒｒｅｄ ａｔ ｃａ． ３００ ｒ ／ ｍｉｎ ｕｓｉｎｇ ａ ｍａｇｎｅｔｉｃ ｓｔｉｒ ｒｅｒ． Ａ ｐｅｒｓｏｎａｌ ｃｏｍｐｕｔｅｒ ｗａｓ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｄａｔａ ｓｔｏｒａｇｅ ａｎｄ ｐｒｏｃｅｓｓｉｎｇ． Ｅｌｅｃｔｒｏｌｙｔｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎｓ ｗｅｒｅ ｄｅａｅｒａｔｅｄ ｂｙ ｂｕｂｂｌｉｎｇ Ａｒ ｇａｓ （ ９９． ９９％ ） ｆｏｒ ａｔ ｌｅａｓｔ ３０ ｍｉｎ ｐｒｉｏｒ ｔｏ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔｓ． Ａｌｌ ｔｈｅ ｍｅａｓ ｕｒｅｍｅｎｔｓ ｗｅｒｅ ｃａｒｒｉｅｄ ｏｕｔ ａｔ ｒｏｏｍ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ （２５ ± １ ℃ ）． ２． ３ Ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ Ｐｒｅｐａｒａｔｉｏｎ ａｎｄ Ｅｎｚｙｍｅ Ｉｍｍｏｂｉｌｉｚａｔｉｏｎ Ｔｈｅ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ ｗｅｒｅ ｆｉｒｓｔ ｃａｒｅｆｕｌｌｙ ｐｏｌ ｉｓｈｅｄ ｗｉｔｈ ｅｍｅｒｙ ｐａｐｅｒ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｔｒａｎｓｆｅｒｒｅｄ ｔｏ ０． １ ｍｏｌ·Ｌ － １ Ｈ２ ＳＯ４ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ａｎｄ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｓｃａｎ ｗａｓ ｒｅｐｅａｔｅｄ ｂｅｔｗｅｅｎ － ０． ２ ａｎｄ １． ４ Ｖ ａｔ １００ ｍＶ·ｓ － １ Ｓｃｈｅｍｅ １ ３ ３． １ Ｓｃｈｅｍｅ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨｂａｓｅｄ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ Ｒｅｓｕｌｔｓ ａｎｄ Ｄｉｓｃｕｓｓｉｏｎ Ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ Ｅｌｅｃ ｔｒｏｄｅ ｆｏｒ Ｅｔｈａｎｏｌ Ｏｘｉｄａｔｉｏｎ Ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｕｎｔｉｌ ａ ｓｔａｂｌｅ ｃｙｃｌｉｃ ｖｏｌｔａｍｍｅｔｒｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｗａｓ ａｔ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｗａｓ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌｌｙ ｔｅｓｔｅｄ ｂｙ ｃｙｃｌｉｃ ｖｏｌｔａ ＤＭＦ ｔｏ ｆｏｒｍ ａ １ ｍｇ ／ ｍＬ ＳＷＣＮＴ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ １０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ＮＡＤ ＋ ｉｎ ｔｈｅ ａｂｓｅｎｃｅ （－－－－） ａｎｄ ｉｆｉｅｄ ＥＰＰＧ （ ＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ） ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｗａｓ ｐｒｅｐａｒｅｄ Ｎｏ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｗａｓ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ａｔ ｔｈｅ ｔａｉｎｅｄ． １ ｍｇ ｏｆ ｔｈｅ ＳＷＣＮＴ ｗａｓ ｄｉｓｐｅｒｓｅｄ ｉｎ １ ｍＬ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ａｉｄ ｏｆ ｕｌｔｒａｓｏｎｉｃ ａｇｉｔａｔｉｏｎ． Ｔｈｅ ＳＷＣＮＴ ｍｏｄ ｂｙ ｃａｓｔｉｎｇ ３０ μＬ ｏｆ ｔｈｅ ＳＷＣＮＴ ｓｕｓｐｅｎｓｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｓｕｒｆａｃｅ ａｎｄ ａｉｒｄｒｙｉｎｇ ｔｈｅ ｃａｓｔｅｄ ｓｕｓ ｐｅｎｓｉｏｎ ｓｏｌｕｔｉｏｎ． Ａ ｆｉｌｍ ｏｆ ＰＰＳ ｗａｓ ｐｒｅｐａｒｅｄ ｂｙ ｉｍ ｍｍｅｔｒｙ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ·Ｌ － １ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ｐｒｅｓｅｎｃｅ （ ———） ｏｆ ２０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ｅｔｈａｎｏｌ （ Ｆｉｇ． １） ． ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ · Ｌ － １ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ＮＡＤ ＋ ａｔ ａ ｓｃａｎ ｒａｔｅ ｏｆ ａ ５ ｍＶ·ｓ － １ ｉｎ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｒａｎｇｅ ｏｆ ｍｅｒｓｉｎｇ ｔｈｅ ＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｉｎ ０． ２ ｍｏｌ · ｉｎｔｅｒｅｓｔ． Ｕｐｏｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ２０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ， １０ ｍｉｎ ａｎｄ ｔｈｅｎ ｂｙ ｒｅｐｅａｔｉｎｇ ｔｈｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｓｃａｎ ｂｅ ａ ｌａｒｇｅ ａｎｏｄｉｃ ｐｅａｋ ｗｉｔｈ ａ ｄｅｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｒｅｄｕｃｔｉｏｎ Ｌ － １ Ｈ２ ＳＯ４ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ ０． ５ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ＰＳ ｆｏｒ ｔｗｅｅｎ － ０． ５ ａｎｄ １． ３ Ｖ ａｔ ５０ ｍＶ · ｓ ． Ｔｈｅ ｔｈｕｓ －１ ｆａｂｒｉｃａｔｅｄ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｉｓ ｔｈｅ ｃｙｃｌｉｃ ｖｏｌｔａｍｍｅｔｒｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｗａｓ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚｅｄ ｂｙ ｃｕｒｒｅｎｔ． Ｔｈｅ ｏｎｓｅｔ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ｃａ． － ０． ２ Ｖ ｖｓ． Ａｇ ｜ ＡｇＣｌ ｜ ＫＣｌ（ ｓａｔ． ） ｓｈｏｗｓ ａ ｒｅａｓｏｎａｂｌｅ ｒｅｌｅｖａｎｃｅ ｔｏ ｔｈａｔ ｈｅｒｅｉｎａｆｔｅｒ ａｂｂｒｅｖｉａｔｅｄ ａｓ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｏｒ ＮＡＤＨ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ａｔ ｔｈｅ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｅｄ ｂｙ ａ ｃｒｏｓｓｌｉｎｋｉｎｇ ｒｅａｃｔｉｏｎ ｕｓｉｎｇ ｇｌｕｔａｒａｌ ＮＡＤＨ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｉｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ ｔｈｅ ｉｎｓｅｔ ｏｆ Ｆｉｇ． １． Ｕｐｏｎ ｔｒｏｄｅ． Ｆｉｎａｌｌｙ， ａｌｃｏｈｏｌ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ （ ＡＤＨ ） ｗａｓ ｄｅｈｙｄｅ （ ＧＡ） ｉｎ ｂｏｖｉｎｅ ｓｅｒｕｍ ａｌｂｕｍｉｎ （ ＢＳＡ） ｍａ ｎａｎｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ． Ｔｈｅ ｒｅｓｕｌｔ ｏｆ ｔｈｅ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤＨ， ａ ｄｒａｍａｔｉｃ ｅｎｈａｎｃｅｍｅｎｔ ｉｎ · ２６６· ! " ２０１１ $ # ｔｈｅ ａｎｏｄｉｃ ｐｅａｋ ｃｕｒｒｅｎｔ ｉｓ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｗｈｉｃｈ ｃｏｍｅｓ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｍｅｄｉａｔｅｄ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤＨ ｔｏ ＮＡＤ ＋ ． Ｔｈｅｓｅ ｒｅ ｓｕｌｔｓ ｃｏｎｆｉｒｍｅｄ ｔｈｅ ｅｆｆｉｃｉｅｎｔ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｐｒｏｐｅｒｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ｂｉｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｆｉｌｍ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ａｓｓｏｃｉａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ ｖｉａ ＡＤＨ ｃａｔａｌｙｓｉｓ． ＡＤＨ ｃａｔａｌｙｚｅｓ， ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ＮＡＤ ＋ ａｓ ａ ｃｏｅｎｚｙｍｅ， ｔｈｅ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ ｔｏ ａｃｅｔａｌｄｅｈｙｄｅ ａｎｄ ｓｉｍｕｌｔａ ｎｅｏｕｓｌｙ， ＮＡＤ ＋ ｉｓ ｒｅｄｕｃｅｄ ｔｏ ＮＡＤＨ． Ｔｈｕｓ， ｔｈｅ ａ ｎｏｄｉｃ ｐｅａｋ （ ｓｏｌｉｄ ｌｉｎｅ） ｉｎ Ｆｉｇ． １ ｃｏｒｒｅｓｐｏｎｄｓ ｔｏ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤＨ． Ｆｉｇ． ２ Ｅｆｆｅｃｔｓ ｏｆ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｐａｒａｍｅｔｅｒｓ ｏｎ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔ ａｌｙｔｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅ ｌｅｃｔｒｏｄｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ·Ｌ － １ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ２０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ｅｔｈａｎｏｌ ａ． ＳＷＣＮＴ ｌｏａｄｉｎｇ， ｂ． ＡＤＨ ｌｏａｄｉｎｇ， ｃ． ＮＡＤ ＋ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ， ｄ． ｐＨ ｉｎ ａｂｏｖｅ ｃａｓｅｓ， ｔｈｅ ａｎｏｄｉｃ ｐｅａｋ ｃｕｒｒｅｎｔ （ Ｉ ｐ ａ ） ｖａｌｕｅｓ ｗｅｒｅ ｅｓｔｉｍａｔｅｄ ａｔ ５ ｍＶ ·ｓ － １ Ｆｉｇ． １ ＣＶｓ ｏｂｔａｉｎｅｄ ａｔ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅ ｌｅｃｔｒｏｄｅ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ·Ｌ － １ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） ｃｏｎｔａｉ ｎｉｎｇ １０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ＮＡＤ ＋ ｉｎ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ （ ———） ａｎｄ ａｂｓｅｎｃｅ （ － － －） ｏｆ ２０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ｅｔｈａｎｏｌ ｉｎｓｅｔ ｓｈｏｗｓ ｔｈｅ ｖｏｌｔａｍｍｅｔｒｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅｓ ｏｆ ５ ｍｍｏｌ ·Ｌ － １ ＮＡＤＨ ａｔ ｔｈｅ ｂａｒｅ ＥＰＰＧ （－ － －） ａｎｄ ＰＰＳ ＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ （ ———） ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ· Ｌ － １ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） ｓｃａｎ ｒａｔｅ： ５ ｍＶ·ｓ ３． ２ －１ Ｏｐｔｉｍｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ Ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｉｓ ｆｏｒ Ｅｔｈａｎｏｌ Ｏｘｉｄａｔｉｏｎ Ｔｈｅ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰ ＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｔｏｗａｒｄｓ ｔｈｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｗａｓ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｂｅ ｄｅｐｅｎｄｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｌｏａｄｉｎｇ ａｍｏｕｎｔｓ ｏｆ ＳＷＣＮＴ ａｎｄ ＡＤＨ， ｔｈｅ ＮＡＤ ＋ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｐＨ （ Ｆｉｇ． ２） ． Ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ． ２ａ， ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｃｕｒｒｅｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｌｏａｄｉｎｇ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ＳＷＣ ＮＴ ａｎｄ ｒｅａｃｈｅｓ ａ ｍａｘｉｍｕｍ ｖａｌｕｅ ａｔ ２０ μＬ ｏｆ ＳＷＣ ＮＴ ． Ｗｈｅｎ ｔｈｅ ｌｏａｄｉｎｇ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ＳＷＣＮＴ ｉｓ ｈｉｇｈｅｒ ｔｈａｎ ２ ０ μＬ ， ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｒｅｍａｉｎｓ ｓａｍｅ ｗｈｉｃｈ ｍｅａｎｓ ｔｈａｔ ｔｈｉｓ ａｍｏｕｎｔ ｉｓ ｅｆｆｅｃｔｉｖｅｌｙ ｅｎｏｕｇｈ ｔｏ ｏｂｓｅｒｖｅ ａ ｓｕｆ ｆｉｃｉｅｎｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ． Ｔｈｅ ｍａｇｎｉｔｕｄｅ ｏｆ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ａｍ ｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｅｔｈａｎｏｌ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｄｅｐｅｎｄｓ ｍａｉｎｌｙ ｏｎ ｔｈｅ ｅｎｚｙｍｅ ｋｉｎｅｔｉｃｓ ｗｈｉｃｈ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｓ ｔｈｅ ｒａｔｅ ａｔ ｗｈｉｃｈ ＮＡＤＨ ｉｓ ｇｅｎｅｒａｔｅｄ ｅｎｚｙｍａｔｉｃａｌｌｙ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｂｉｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｒｅ ａｃｔｉｏｎ ｋｉｎｅｔｉｃｓ ｗｈｉｃｈ ｃｏｎｔｒｏｌｓ ｔｈｅ ｒａｔｅ ａｔ ｗｈｉｃｈ ＮＡＤＨ ｃａｎ ｂｅ ｃｏｎｖｅｒｔｅｄ ｔｏ ＮＡＤ ＋ ｔｏ ｇｅｎｅｒａｔｅ ｔｈｅ ｍｅａｓｕｒｅｄ ｅｌｅｃｔｒｉｃ ｓｉｇｎａｌ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｂｉｏｃｏｍ ｐｏｓｉｔｅ． Ｆｉｇ． ２ｂ ｓｈｏｗｓ ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ｅｎ ｚｙｍｅ ｄｒｏｐｐｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｓｕｒｆａｃｅ ｏｎ ｔｈｅ ｖｏｌｔａｍ ｍｅｔｒｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ｅｎｚｙｍｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ． Ｗｉｔｈ ｉｎ ｃｒｅａｓｉｎｇ ｔｈｅ ｌｏａｄｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨＢＳＡＧＡ ｍｉｘｔｕｒｅ， ｔｈｅ ｃａｔａｌｙｔｉｃ ｐｅａｋ ｃｕｒｒｅｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ａｎｄ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｒｅａｃｈｅｓ ａｎ ａｌｍｏｓｔ ｃｏｎｓｔａｎｔ ｖａｌｕｅ ａｔ ｔｈｅ ｌｏａｄｉｎｇ ｏｆ ｍｏｒｅ ｔｈａｎ １０ μＬ， ｉｎｄｉｃａｔｉｎｇ ｔｈｅ ｐｒｅｓｅｎｃｅ ｏｆ ａｎ ａｄｅ ｑｕａｔｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ｅｎｚｙｍｅ ｉｎ ｔｈｅ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ． Ｔｈｕｓ １０ μＬ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨＢＳＡＧＡ ｍｉｘｔｕｒｅ ｗａｓ ｕｓｅｄ ｆｏｒ ｐｒｅｐａｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ． !３ # Ｆａｒｈａｎａ Ｓ． Ｓａｌｅｈ &：'()*+,-./0123456789:;<=>?@A · ２６７· Ｔｈｅ ＮＡＤ ＋ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｉｎ ｔｈｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｉｓ ａｎｏｔｈｅｒ ｉｍｐｏｒｔａｎｔ ｐａｒａｍｅｔｅｒ ｆｏｒ ｅｔｈａｎｏｌ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ． Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ＮＡＤ ＋ ｃｏｆａｃｔｏｒ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｎ ｔｈｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｆｏｒ ２０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ｅｔｈａｎｏｌ ｗａｓ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ａｂｏｖｅｏｐｔｉｍｉｚｅｄ ｅｎｚｙｍｅ ｌｏａｄｉｎｇ． Ｔｈｅ ＮＡＤ ＋ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎｓ ｉｎ ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｒａｎｇｅｄ ｂｅｔｗｅｅｎ ３ ａｎｄ ２０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ， ａｎｄ ｔｈｅ ｏｂ ｔａｉｎｅｄ ｒｅｓｕｌｔｓ ａｒｅ ｄｉｓｐｌａｙｅｄ ｉｎ Ｆｉｇ． ２ｃ． Ｔｈｅ ｓｉｇｎａｌ ｉｎ ｃｒｅａｓｅｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤ ＋ ｕｐ ｔｏ １０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ａｎｄ ｒｅｍａｉｎｓ ｐｒａｃｔｉｃａｌｌｙ ｃｏｎｓｔａｎｔ ａｔ ｔｈｅ ｈｉｇｈｅｒ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ． Ａｓ ｔｈｅ ｅｎｚｙｍｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｉｓ ｄｅｐｅｎｄｅｎｔ ｕｐｏｎ ｔｈｅ ｐＨ ｖａｌｕｅ ｏｆ ａ ｂｕｆｆｅｒ ｓｏｌｕｔｉｏｎ， ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｐＨ ｏｆ ０． ０５ ｍｏｌ·Ｌ － １ ＴＢＳ ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ｕｅ ｉｎ ｔｈｅ ｒａｎｇｅ ｏｆ ６． ０ ｔｏ ８． ２， ａｎｄ ｒｅａｃｈｅｓ ａ ｍａｘｉ Ｃｕｒｒｅｎｔ ～ ｔｉｍｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｕｃｃｅｓｓｉｖｅ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ２５０ －１ －１ μｍｏｌ·Ｌ ｅｔｈａｎｏｌ ａｔ ０． ２ Ｖ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ · Ｌ －１ ＋ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １０ ｍｍｏｌ·Ｌ ＮＡＤ Ｃ ｅｔｈａｎｏｌ ／ μｍｏｌ·Ｌ － １ ： ａ． ２５０ ， ｂ． ５００ ， ｃ． ７５０ ， ｄ． １０００， ｅ． １２５０， ｆ． １５００， ｇ． １７５０，ｈ． ２０００， ｉ． ２２５０ ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ｗａｓ ｓｔｉｒｒｅｄ ｗｉｔｈ ａ ｍａｇｎｅｔｉｃ ｓｔｉｒｒｅｒ ａｔ ３００ ｒ ／ ｍｉｎ ａｎ ｉｎｃｒｅａｓｅ ｉｎ ｐＨ ｖａｌｕｅ ａｂｏｖｅ ８． ２． Ｔｈｅｒｅｆｏｒｅ， ａ ｓｏ · Ｌ － １ ｅｔｈａｎｏｌ ｔｏ ｔｈｅ ｓｏｌｕｔｉｏｎ ． Ｉｎ ｔｈｉｓ ｃａｓｅ ， ｔｈｅ ｅｌｅｃ  ＮＡＤ ｏｎ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ２０ ｍｍｏｌ·Ｌ ＋ －１ ｅｔｈａ ｎｏｌ ａｔ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ｂｉｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｆｉｌｍ ｍｏｄｉ ｆｉｅｄ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｗａｓ ｅｘａｍｉｎｅｄ． Ａ ｐｌｏｔ ｏｆ ｔｈｅ ｃｕｒ ｒｅｎｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ａｇａｉｎｓｔ ｐＨ ｉｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ． ２ｄ． Ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｗｉｔｈ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｔｈｅ ｐＨ ｖａｌ ｍｕｍ ｖａｌｕｅ ａｔ ｐＨ ８． ２． Ｉｔ ｄｅｃｒｅａｓｅｓ ｄｒａｍａｔｉｃａｌｌｙ ｗｉｔｈ Ｆｉｇ． ３ ｌｕｔｉｏｎ ｏｆ ｐＨ ８． ２ ａｎｄ １０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ＮＡＤ ＋ ｉｎ ０． ０５ ｔｒｏｄｅ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｗａｓ ｋｅｐｔ ａｔ ０． ２ Ｖ ｖｓ． Ａｇ ｜ ＡｇＣｌ ｜ ＫＣｌ ｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ． ｃｕｒｒｅｎｔ ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｓｔｅｅｐｌｙ ｔｏ ａ ｓｔａｂｌｅ ｖａｌｕｅ ｗｉｔｈｉｎ ５ ｓ， ｍｏｌ·Ｌ ３． ３ －１ ＴＢＳ ｗｅｒｅ ｓｅｌｅｃｔｅｄ ｆｏｒ ｅｘａｍｉｎｉｎｇ ｔｈｅ ｓｅｎｓｉ Ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ Ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ Ｅｔｈ ａｎｏｌ Ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｇｏｏｄ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｆｏｒ ｔｈｅ ｅｔｈａｎｏｌ ｏｘｉｄａｔ  ｉｏｎ，ｉｔｓ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ａｓ ｅｔｈａｎｏｌ ｓｅｎｓｏｒ ｗａｓ ｅｘａｍｉｎｅｄ ｉｎ ａ ｓｔｉｒｒｅｄ ０． ０５ ｍｏｌ·Ｌ － １ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） （ ａｔ ３００ ｒ ／ ｍｉｎ ） ． Ａｆｔｅｒ ｓｔａｂｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｂａｓｅｌｉｎｅ ｃｕｒｒｅｎｔ， ｅｔｈａｎｏｌ ｗａｓ ｉｎｊｅｃｔｅｄ ｉｎｔｏ ｔｈｅ ｂｕｆｆｅｒ ｓｏｌｕｔｉｏｎ． ＡＤＨ ｃａｔａｌｙｚｅｓ ｔｈｅ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ ａｎｄ ｓｉｍｕｌｔａｎｅ ｏｕｓｌｙ ｔｈｅ ｃｏｆａｃｔｏｒ ＮＡＤ ＋ ｇｅｔｓ ｒｅｄｕｃｅｄ ｔｏ ＮＡＤＨ ａｃ ｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｅ ｆｏｌｌｏｗｉｎｇ ｅｎｚｙｍａｔｉｃ ｒｅａｃｔｉｏｎ． ＡＤＨ Ｅｔｈａｎｏｌ ＋ ＮＡＤ ＋ →Ａｃｅｔａｌｄｅｈｙｄｅ ＋ ＮＡＤＨ ＋ Ｈ ＋ （１） （ ｓａｔ． ） ． Ｕｐｏｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ａｎ ａｌｉｑｕｏｔ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ， ｔｈｅ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｉｎｇ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｉｓ ｖｅｒｙ ｆａｓｔ． Ｔｈｅ ｐｌｏｔ ｏｆ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｖｓ． ｅｔｈａｎｏｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｇａｖｅ ａ ｇｏｏｄ ｃａｌｉｂｒａｔｉｏｎ ｇｒａｐｈ ａｓ ｓｈｏｗｎ ｉｎ Ｆｉｇ． ４． Ｔｈｅ ｌｉｎｅａｒ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｒａｎｇｅ ｉｓ ｕｐｔｏ ～ １． ０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ｗｈｉｃｈ ｉｓ ｆｏｕｎｄ ｔｏ ｂｅ ｗｉｄｅｒ ｔｈａｎ ｔｈｅ ｌｉｔｅｒａｔｕｒｅ ｖａｌｕｅ （１０ ～ ４２５ μｍｏｌ · Ｌ － １ ） ［３０］ ． Ｆｒｏｍ ｔｈｅ ｓｌｏｐｅ ｏｆ ｔｈｅ ｌｉｎｅａｒ ｐｏｒｔｉｏｎ， ｔｈｅ ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ ｗａｓ ｃａｌｃｕｌａｔｅｄ ｔｏ ｂｅ ２． ０ －２ －１ μＡ· ｃｍ · ｍｍｏｌ · Ｌ ａｎｄ ｔｈｅ ｌｉｍｉｔ ｏｆ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ （ ＬＯＤ） ｗａｓ ｅｓｔｉｍａｔｅｄ ａｓ ３６ μｍｏｌ·Ｌ － １ ． Ｔｈｅ ＬＯＤ ｉｓ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ｔｈａｔ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｂｙ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｉｎｇ ＡＤＨ ｏｎ Ａｕ ｎａｎｏｐａｒｔｉｃｌｅｓ （４９ μｍｏｌ·Ｌ － １ ） ［３１］ ａｎｄ ｉｓ ｍｕｃｈ ｌｏｗｅｒ ｔｈａｎ ０． １ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ａｎｄ ９０ μｍｏｌ·Ｌ － １ ｒｅｐｏｒｔｅｄ ｆｏｒ ｔｈｅ ｓｅｎｓｏｒｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｉｎｊｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ｔｈｅ ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ｅｌｅ ｍｅｎｔ ［３２］ ａｎｄ ｔｈｅ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ＡＤＨ ｏｎ ＳＷＣＮＴ Ａｃｃｏｒｄｉｎｇ ｔｏ ｔｈｉｓ ｒｅａｃｔｉｏｎ， ｔｈｅ ｓｉｇｎａｌ ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ ｖｉａ ｐｏｌｙｅｌｅｃｔｒｏｌｙｔｅ ｏｆ ｐｏｌｙ （ ｄｉｍｅｔｈｙｌｄｉａｌｌｙｌａｍｍｏｎｉｕｍ ｔｈｅ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ． Ｆｉｇ． ３ ｓｈｏｗｓ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ Ｔｈｅ ｏｐｅｒａｔｉｏｎａｌ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣ ｆｒｏｍ ｔｈｅ ＮＡＤＨ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｉｎｃｒｅａｓｅｓ ｗｉｔｈ ｉｎｃｒｅａｓｉｎｇ ｔｉｍｅ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｔｏ ｔｈｅ ｓｕｃｃｅｓｓｉｖｅ ａｄｄｉｔｉｏｎ ｏｆ ２５０ μｍｏｌ ｃｈｌｏｒｉｄｅ） ［３３］ ， ｒｅｓｐｅｃｔｉｖｅｌｙ． ＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｓｅｎｓｏｒ ｗａｓ ａｌｓｏ ｅｘａｍｉｎｅｄ ｂｙ ａ ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓ · ２６８· ! " ２０１１ $ # ｉ． ｅ． ， ｔｈｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｆｏｕｌｉｎｇ． Ｉｎ ａｄｄｉｔｉｏｎ， ａ ｌａｒｇｅ ｓｕｒ ｆａｃｅ ａｒｅａ ｏｆ ｔｈｅ ＳＷＣＮＴ ａｌｌｏｗｓ ａ ｌａｒｇｅ ａｍｏｕｎｔ ｏｆ ＡＤＨ ｔｏ ｂｅ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｅｄ ｗｉｔｈｉｎ ｔｈｅ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ａｓｓｅｍｂｌｙ， ｒｅｓｕｌｔｉｎｇ ｉｎ ａ ＣＮＴｓｂａｓｅｄ ｅｎｚｙｍｅ ｒｅｓｅｒ ｖｏｉｒ． ４ Ｃｏｎｃｌｕｓｉｏｎｓ Ａ ｎｅｗ ｋｉｎｄ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ ｓｅｎｓｏｒ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｔｈｅ ｄｅ ｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ ｅｎｚｙｍｅ ｉｍｍｏｂｉｌｉｚｅｄ ｏｎｔｏ ＰＰＳｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｌｉｚｅｄ ＳＷＣＮＴ ｎａｎｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃ ｔｒｏｄｅ ｗａｓ ｓｕｃｃｅｓｓｆｕｌｌｙ ｃｏｎｓｔｒｕｃｔｅｄ． Ｔｈｅ ｆａｂｒｉｃａｔｅｄ ｅｔｈａｎｏｌ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｐｒｏｖｉｄｅｄ ａ ｒｅａｓｏｎａｂｌｅ ｓｅｎｓｉｔｉｖｉｔｙ ｏｆ Ｆｉｇ． ４ Ｔｈｅ ｐｌｏｔ ｏｆ ｔｈｅ ｓｔｅａｄｙｓｔａｔｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ａｇａｉｎｓｔ ｅｔｈａｎｏｌ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｕｓｉｎｇ ｔｈｅ ｄａｔａ ｏｂｔａｉｎｅｄ ｆｒｏｍ Ｆｉｇ． ３ ｍｅａｓｕｒｅｍｅｎｔ ｏｆ １． ０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ｅｔｈａｎｏｌ ａｔ ｔｈｅ ａｐ ｐｌｉｅｄ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ０． ２ Ｖ ｏｖｅｒ ａ ｐｅｒｉｏｄ ｏｆ ｃａ． ４５ ｍｉｎ． Ｆｉｇ． ５ ｓｈｏｗｓ ａ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｂｌｙ ｓｔａｂｌｅ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｒｅ ｓｐｏｎｓｅ ｗｉｔｈ ａ ｌｅｓｓ ｔｈａｎ ７％ ｓｉｇｎａｌ ｄｒｉｆｔ ｄｅｍｏｎｓｔｒａｔｉｎｇ ａ ｃｏｎｓｉｄｅｒａｂｌｅ ｒｅｓｉｓｔａｎｃｅ ａｇａｉｎｓｔ ｔｈｅ ｓｏｃａｌｌｅｄ ｅｌｅｃ ２ ． ０ μＡ · ｃｍ － ２ · ｍｍｏｌ － １ · Ｌ ａｎｄ ａ ｌｏｗ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｌｉｍｉｔ （ ３６ μｍｏｌ · Ｌ － １ ） ｗｉｔｈ ａ ｌｉｎｅａｒ ｃｏｎｃｅｎｔｒａｔｉｏｎ ｄｅｐｅｎｄｅｎｃｅ ｕｐｔｏ ～ １ ． ０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ａｔ ａ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ０ ． ２ Ｖ． Ｒｅｆｅｒｅｎｃｅｓ： ［１］ ｆａｃｅ ｃｏａｔｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｔｈｒｅｅｄｉｍｅｎｓｉｏｎａｌ ｎｅｔｗｏｒｋ ｏｆ ＳＷＣ ｂｉｅｎｚｙｍｉｃ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｓｅｌｆａｓｓｅｍｂｌｅｄ ｍｏｎｏｌａｙｅｒ ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｇｏｌｄ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｆｏｒ ａｌｃｏｈｏｌ ａｎｄ ｇｌｕｃｏｓｅ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｔｒｏｄｅ ｆｏｕｌｉｎｇ． Ｔｈｅ ｏｂｓｅｒｖｅｄ ｓｔａｂｉｌｉｔｙ ｏｆ ｔｈｅ ＰＰＳＳＷＣ ＮＴｂａｓｅｄ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｍａｙ ｂｅ ｐｒｏｂａｂｌｙ ｄｕｅ ｔｏ ｔｈｅ ｓｕｒ Ａｓａｖ Ｅ，Ａｋｙｉｌｍａｚ Ｅ． Ｐｒｅｐａｒａｔｉｏｎ ａｎｄ ｏｐｔｉｍｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ［ Ｊ］ ． Ｂｉｏｓｅｎｓ Ｂｉｏｅｌｅｃｔｒｏｎ，２０１０，２５（５） ：１０１４１０１８． ［２］ ＮＴ ｂｙ ｔｈｅ ＰＰＳ ｗｈｉｃｈ ｐｒｅｖｅｎｔｓ ｔｈｅ ＳＷＣＮＴ ｆｒｏｍ ｔｈｅ Ｎｉｃｕｌｅｓｃｕ Ｍ，Ｅｒｉｃｈｓｅｎ Ｔ，Ｓｕｋｈａｒｅｖ Ｖ，ｅｔ ａｌ． Ｑｕｉｎｏｈｅｍｏ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｌｃｏｈｏｌ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅｂａｓｅｄ ｒｅａｇｅｎｔｌｅｓｓ ａｍｐｅｒ ｏｍｅｔｒｉｃ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｆｏｒ ｅｔｈａｎｏｌ ｍｏｎｉｔｏｒｉｎｇ ｄｕｒｉｎｇ ｗｉｎｅ ｄｉｒｅｃｔ ａｄｓｏｒｐｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ ａｎｄ ｉｔｓ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｐｒｏｄｕｃｔ， ｆｅｒｍｅｎｔａｔｉｏｎ［ Ｊ］ ． Ａｎａｌ Ｃｈｉｍ Ａｃｔａ，２００２，４６３ （ １ ） ：３９ ５１． ［３］ Ｍｉｔｓｕｂａｙａｓｈｉ Ｋ，Ｍａｔｓｕｎａｇａ Ｈ，Ｎｉｓｈｉｏ Ｇ，ｅｔ ａｌ． Ｂｉｏｅｌｅｃ ｔｒｏｎｉｃ ｓｎｉｆｆｅｒｓ ｆｏｒ ｅｔｈａｎｏｌ ａｎｄ ａｃｅｔａｌｄｅｈｙｄｅ ｉｎ ｂｒｅａｔｈ ａｉｒ ａｆｔｅｒ ｄｒｉｎｋｉｎｇ ［ Ｊ］ ． Ｂｉｏｓｅｎｓ Ｂｉｏｅｌｅｃｔｒｏｎ，２００５，２０ （ ８ ） ： １５７３１５７９． ［４］ Ｈａｍｄｉ Ｎ，Ｗａｎｇ Ｊ Ｊ，Ｗａｌｋｅｒ Ｅ，ｅｔ ａｌ． Ａｎ ｅｌｅｃｔｒｏｅｎｚｙｍａｔ ［５］ Ｗａｎｇ Ｊ． Ｃａｒｂｏｎｎａｎｏｔｕｂｅ ｂａｓｅｄ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｂｉｏｓｅｎ ［６］ Ｍａｎｓｏ Ｊ，Ｍｅｎａ Ｍ Ｌ，ＹａｎｅｚＳｅｄｅｎｏ Ｐ，ｅｔ ａｌ． Ａｌｃｏｈｏｌ ｄｅ ｉｃ Ｌｇｌｕｔａｍａｔｅ ｍｉｃｒｏｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｓｅｌｅｃｔｉｖｅ ａｇａｉｎｓｔ ｄｏｐａ ｍｉｎｅ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｅｌｅｃｔｒｏａｎａｌ Ｃｈｅｍ，２００６，５９１（１） ：３３４０． ｓｏｒｓ：ａ ｒｅｖｉｅｗ［ Ｊ］ ． Ｅｌｅｃｔｒｏａｎａｌｙｓｉｓ，２００５，１７（１） ：７１４． ｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ ｂａｓｅｄ ｏｎ ａ ｃｏｌｌｏｉ ｄａｌ ｇｏｌｄｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ［ Ｊ］ ． Ｆｉｇ． ５ Ａ ｃｏｎｔｉｎｕｏｕｓ ｒｅｃｏｒｄｉｎｇ ｏｆ ｔｈｅ ｃｕｒｒｅｎｔ ｒｅｓｐｏｎｓｅ ｏｆ ｔｈｅ ＡＤＨ ／ ＰＰＳＳＷＣＮＴ ／ ＥＰＰＧ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ ｉｎ ０． ０５ ｍｏｌ·Ｌ － １ ＴＢＳ （ ｐＨ ８． ２） ｃｏｎｔａｉｎｉｎｇ １０ ｍｍｏｌ · Ｌ － １ ＮＡＤ ＋ ａｎｄ １． ０ ｍｍｏｌ·Ｌ － １ ｅｔｈａｎｏｌ ａｔ ａｎ ｏｐｅｒ ａｔｉｎｇ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ０． ２ Ｖ ｏｔｈｅｒ ｅｘｐｅｒｉｍｅｎｔａｌ ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ ａｒｅ ｔｈｅ ｓａｍｅ ａｓ ｉｎ Ｆｉｇ． ３ Ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｉｍ Ａｃｔａ，２００８，５３（１１） ：４００７４０１２． ［７］ ＧｏｕｖｅｉａＣａｒｉｄａｄｅ Ｃ，Ｐａｕｌｉｕｋａｉｔｅ Ｒ，Ｂｒｅｔｔ Ｃ Ｍ Ａ． Ｄｅｖｅｌ ｏｐｍｅｎｔ ｏｆ ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉｃａｌ ｏｘｉｄａｓｅ ｂｉｏｓｅｎｓｏｒｓ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｍｏｄｉｆｉｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｆｉｌｍ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ ｆｏｒ ｇｌｕｃｏｓｅ ａｎｄ ｅｔｈａｎｏｌ ［ Ｊ ］ ． Ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｉｍ Ａｃｔａ， ２００８， ５３ （２３） ：６７３２６７３９． ［８］ Ｐｅｄａｎｏ Ｍ Ｌ，Ｒｉｖａｓ Ｇ Ａ． Ａｄｓｏｒｐｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｌｅｃｔｒｏｏｘｉｄａｔｉｏｎ !３ # Ｆａｒｈａｎａ Ｓ． Ｓａｌｅｈ &：'()*+,-./0123456789:;<=>?@A ｏｆ ｎｕｃｌｅｉｃ ａｃｉｄｓ ａｔ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ｐａｓｔｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ ［ Ｊ］ ． Ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍ Ｃｏｍｍｕｎ，２００４，６（１） ：１０１６． ［９］ Ｈｏｎｇ Ｃ Ｙ，Ｙｏｕ Ｙ Ｚ，Ｐａｎ Ｃ Ｙ． Ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ｏｆ ｗａｔｅｒｓｏｌｕｂｌｅ （２ ／ ３） ：２９５３０１． ［２１］ ｍｕｌｔｉｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ｗｉｔｈ ｇｒａｆｔｅｄ ｔｅｍｐｅｒａｔｕｒｅ ｌｅｃｔｒｏｄｅ［ Ｊ］ ． Ｂｉｏｓｅｎｓ Ｂｉｏｅｌｅｃｔｒｏｎ，２００６，２２ （ ５ ） ：６６４ Ｃｈｅｍ Ｍａｔｅｒ，２００５，１７（９） ：２２４７２２５４． Ｄｙｋｅ Ｃ Ａ，Ｔｏｕｒ Ｊ Ｍ． Ｃｏｖａｌｅｎｔ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｉｎ ｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ｆｏｒ ｍａｔｅｒｉａｌｓ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ６６９． ［２２］ ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｐｈｙｓ Ｃｈｅｍ Ａ，２００４，１０８（５１） ：１１１５１１１１５９． ［１１］ ｅｎｚｙｍｅ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅ［ Ｊ］ ． Ａｎａｌ Ｃｈｅｍ，２００６，７８ （ １ ） ：３３１ ２００４，１３（２） ：２５６２６０． ［２３］ ３３６． ［１２］ Ｂａｓｋａｒａｎ Ｄ，Ｍａｙｓ Ｊ Ｗ，Ｂｒａｔｃｈｅｒ Ｍ Ｓ． Ｎｏｎｃｏｖａｌｅｎｔ ａｎｄ ｎｏｎｓｐｅｃｉｆｉｃ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｉｎｔｅｒａｃｔｉｏｎｓ ｏｆ ｐｏｌｙｍｅｒｓ ｗｉｔｈ ｍｕｌｔｉｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ［ Ｊ］ ． Ｃｈｅｍ Ｍａｔｅｒ，２００５， Ｗｅｉ Ｄ，Ｋｖａｒｎｓｔｒｍ Ｃ，Ｌｉｎｄｆｏｒｓ Ｔ，ｅｔ ａｌ． Ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍｉ ｃａｌ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｓｉｎｇｌｅ ｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ［２４］ Ｙａｎ Ｙ， Ｚｈｅｎｇ Ｗ， Ｓｕ Ｌ， ｅｔ ａｌ． Ｃａｒｂｏｎｎａｎｏｔｕｂｅｂａｓｅｄ ｇｌｕｃｏｓｅ ／ Ｏ２ ｂｉｏｆｕｅｌ ｃｅｌｌｓ ［ Ｊ ］ ． Ａｄｖ Ｍａｔｅｒ， ２００６， １８ （１９） ：２６３９２６４３． ［２５］ ［１５］ Ｃｈｅｍ Ｃｏｍｍｕｎ，１９９３，（３） ：２２２２２４． ［２７］ ｔｕｂｅｓ ｄｉｓｐｅｒｓｅｄ ｉｎ ａ ｈｏｌｅ ｃｏｎｄｕｃｔｉｎｇ ｂｕｆｆｅｒ：ｔｈｅ ｒｏｌｅ ｏｆ ｃｈｅｍ，２０１１，８０（２） ：１２１１２７． ｍｉｔｔｉｎｇ ｄｉｏｄｅｓ ｆａｂｒｉｃａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｓｉｎｇｌｅ ｗａｌｌ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏ ｆｒａｎｉｎ ） ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ ［ Ｊ ］ ． Ｂｉｏｅｌｅｃｔｒｏ ［２８］ Ｂｈａｔｔａｃｈａｒｙｙａ Ｓ，Ｋｙｍａｋｉｓ Ｅ，Ａｍａｒａｔｕｎｇａ Ｇ Ａ Ｊ． Ｐｈｏｔｏ ｃａｔａｌｙｓｉｓ ｆｏｒ ＮＡＤＨ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ［ Ｊ］ ． Ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｉｍ Ａｃｔａ， ｖｏｌｔａｉｃ ｐｒｏｐｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｄｙｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚｅｄ ｓｉｎｇｌｅｗａｌｌ ｃａｒ Ｍａｔｅｒ，２００４，１６（２３） ：４８１９４８２３． Ｗａｎｇ Ｃ Ｙ，Ｍｏｔｔａｇｈｉｔａｌａｂ Ｖ，Ｔｏｏ Ｃ Ｏ，ｅｔ ａｌ． Ｐｏｌｙａｎｉｌｉｎｅ ２０１１，５６（１３） ：４９１６４９２３． ［２９］ ｂａｔｔｅｒｙ ｍａｔｅｒｉａｌｓ ｉｎ ｉｏｎｉｃ ｌｉｑｕｉｄ ｅｌｅｃｔｒｏｌｙｔｅ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｐｏｗｅｒ ｒａｔｅ ｏｆ ｅｌｅｃｔｒｏｎ ｅｘｃｈａｎｇｅ ｗｉｔｈ βｎｉｃｏｔｉｎａｍｉｄｅ ａｄｅｎｉｎｅ ｄｉｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ［ Ｊ ］ ． Ｅｌｅｃｔｒｏａｎａｌ， ２００４， １６ （ ２１ ） ： １７９１ Ｓｏｕｒｃｅｓ，２００７，１６３（２） ：１１０５１１０９． Ｈｕａｎｇ Ｊ Ｅ，Ｌｉ Ｘ Ｈ，Ｘｕ Ｊ Ｃ，ｅｔ ａｌ． Ｗｅｌｌｄｉｓｐｅｒｓｅｄ ｓｉｎ ［ Ｊ］ ． Ｃａｒｂｏｎ，２００３，４１（１４） ：２７３１２７３６． ［２０］ １８００． ［３０］ Ｌｏｔａ Ｋ，Ｋｈｏｍｅｎｋｏ Ｖ，Ｆｒａｃｋｏｗｉａｋ Ｅ． Ｃａｐａｃｉｔａｎｃｅ ｐｒｏｐ Ｗｕ Ｌ Ｎ，Ｚｈａｎｇ Ｘ Ｊ，Ｊｕ Ｈ Ｘ． Ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤＨ ａｎｄ ｅｔｈａｎｏｌ ｂａｓｅｄ ｏｎ ｃａｔａｌｙｔｉｃ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ｓｏｌｕｂｌｅ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｆｉｂｅｒ ｗｉｔｈ ｌｏｗ ｏｖｅｒｐｏｔｅｎｔｉａｌ［ Ｊ］ ． Ａｎａｌ Ｃｈｅｍ，２００７， ｅｒｔｉｅｓ ｏｆ ｐｏｌｙ （ ３， ４ｅｔｈｙｌｅｎｅｄｉｏｘｙｔｈｉｏｐｈｅｎｅ ） ／ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｐｈｙｓ Ｃｈｅｍ Ｓｏｌｉｄ，２００４，６５ Ｋｏｍｕｒａ Ｔ，Ｎｉｕ ＧＹ，Ｙａｍａｇｕｃｈｉ Ｔ，ｅｔ ａｌ． Ｃｏｕｐｌｅｄ ｅｌｅｃ ｔｒｏｎｐｒｏｔｏｎ ｔｒａｎｓｐｏｒｔ ｉｎ ｅｌｅｃｔｒｏｐｏｌｙｍｅｒｉｚｅｄ ｍｅｔｈｙｌｅｎｅ ｂｌｕｅ ａｎｄ ｔｈｅ ｉｎｆｌｕｅｎｃｅｓ ｏｆ ｉｔｓ ｐｒｏｔｏｎａｔｉｏｎ ｌｅｖｅｌ ｏｎ ｔｈｅ ａｎｄ ｐｏｌｙａｎｉｌｉｎｅｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｆｉｂｒｅｓ ａｓ ｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅ ／ ｐｏｌｙａｎｉｌｉｎｅ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｆｉｌｍｓ Ｓａｌｅｈ Ｆ Ｓ，Ｏｋａｊｉｍａ Ｔ，Ｋｉｔａｍｕｒａ Ｆ，ｅｔ ａｌ． Ｐｏｌｙ（ ｐｈｅｎｏｓａ ｆｒａｎｉｎ） ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌｉｚｅｄ ｓｉｎｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅ ａｓ ｎａｎｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｔｓ：Ｆａｂｒｉｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｌｅｃｔｒｏ ｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅ ／ ｃｏｎｊｕｇａｔｅｄ ｐｏｌｙｍｅｒ ｄｅｖｉｃｅｓ ［ Ｊ］ ． Ｃｈｅｍ ［１９］ Ｓａｌｅｈ Ｆ Ｓ，Ｒａｈｍａｎ Ｍ Ｒ，Ｏｋａｊｉｍａ Ｔ，ｅｔ ａｌ． Ｄｅｔｅｒｍｉｎａ ｔｉｏｎ ｏｆ ｆｏｒｍａｌ ｐｏｔｅｎｔｉａｌ ｏｆ ＮＡＤＨ ／ ＮＡＤ ＋ ｒｅｄｏｘ ｃｏｕｐｌｅ ａｎｄ ｃａｔａｌｙｔｉｃ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤＨ ｕｓｉｎｇ ｐｏｌｙ（ ｐｈｅｎｏｓａ Ｓｙｎｔｈ Ｍｅｔ，２００１，１１６（１ ／ ３） ：３６９３７２． ［１８］ （ ｔｈｉｏｎｉｎｅ） ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｅｌｅｃｔｒｏｄｅｓ ｆｏｒ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｄｕｃｅｄ Ｗｏｏ Ｈ Ｓ，Ｃｚｅｒｗ Ｒ，Ｗｅｂｓｔｅｒ Ｓ，ｅｔ ａｌ． Ｏｒｇａｎｉｃ ｌｉｇｈｔ ｅ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ｉｎ ａ ｈｏｌｅ ｃｏｎｄｕｃｔｉｎｇ ｐｏｌｙｍｅｒ ［ Ｊ］ ． ［１７］ Ｏｈｓａｋａ Ｔ，Ｔａｎａｋａ Ｋ，Ｔｏｋｕｄａ Ｋ． Ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｐｏｌｙ ｎｉｃｏｔｉｎａｍｉｄｅ ａｄｅｎｉｎｅ ｄｉｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｃｈｅｍ Ｓｏｃ， Ａｎ Ｋ Ｈ，Ｊｅｏｎｇ Ｓ Ｙ，Ｈｗａｎｇ Ｈ Ｒ，ｅｔ ａｌ． Ｅｎｈａｎｃｅｄ ｓｅｎｓｉ ｎａｎｏｔｕｂｅｐｏｌｙｐｙｒｒｏｌｅ ｎａｎｏｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ ［ Ｊ］ ． Ａｄｖ Ｍａｔｅｒ， ［１６］ ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ，１９９０，２９２（１ ／ ２） ：１１５１３８． ［２６］ ｔｉｖｉｔｙ ｏｆ ａ ｇａｓ ｓｅｎｓｏｒ ｉｎｃｏｒｐｏｒａｔｉｎｇ ｓｉｎｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ２００４，１６（１２） ：１００５１００９． ｄｉａｍｉｎｏｐｈｅｎｏｘａｚｉｎｅ ｄｅｒｉｖａｔｉｖｅｓ ａｎｄ ｒｅｌａｔｅｄ ｃｏｍｐｏｕｎｄｓ Ｅｌｅｃｔｒｏａｎａｌｙｔｉｃａｌ Ｃｈｅｍｉｓｔｒｙ ａｎｄ Ｉｎｔｅｒｆａｃｉａｌ Ｅｌｅｃｔｒｏ Ｗｅｉ Ｃ Ｙ， Ｓｒｉｖａｓｔａｖａ Ｄ， Ｃｈｏ Ｋ Ｊ． Ｔｈｅｒｍａｌ ｅｘｐａｎｓｉｏｎ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅｓ［ Ｊ］ ． Ｎａｎｏ Ｌｅｔｔ，２００２，２（６） ：６４７６５０． Ｐｅｒｓｓｏｎ Ｂ，Ｇｏｒｔｏｎ Ｌ． Ａ ｃｏｍｐａｒａｔｉｖｅ ｓｔｕｄｙ ｏｆ ｓｏｍｅ ３，７ ｆｏｒ ｅｌｅｃｔｒｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｏｘｉｄａｔｉｏｎ ｏｆ ＮＡＤＨ ［ Ｊ］ ． Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ ｍｕｎ，２００７，９（２） ：２０６２１０． ａｎｄ ｄｉｆｆｕｓｉｏｎ ｃｏｅｆｆｉｃｉｅｎｔｓ ｏｆ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｐｏｌｙｍｅｒ ｔｉｏｎ ａｎｄ ｃａｔａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｗｅｌｌｄｉｓｐｅｒｓｅｄ ｐｏｌｙａｎｉｌｉｎｅ ／ ｃａｒｂｏｎ ２００７，５９９（１） ：１２１１２６． ｗｉｔｈ ｐｏｌｙａｎｉｌｉｎｅ ｉｎ ｉｏｎｉｃ ｌｉｑｕｉｄｓ［ Ｊ］ ． Ｅｌｅｃｔｒｏｃｈｅｍ Ｃｏｍ ［１４］ Ｗａｎｇ Ｚ Ｊ，Ｙｕａｎ Ｊ Ｈ，Ｌｉ Ｍ Ｙ，ｅｔ ａｌ． Ｅｌｅｃｔｒｏｐｏｌｙｍｅｒｉｚａ ｎａｎｏｔｕｂｅ ／ ｇｏｌｄ ｃｏｍｐｏｓｉｔｅ ［ Ｊ ］ ． Ｊ Ｅｌｅｃｔｒｏａｎａｌ Ｃｈｅｍ， １７（１３） ：３３８９３３９７． ［１３］ ＦｅｒｒｅｒＡｎｇｌａｄａ Ｎ， Ｋａｅｍｐｇｅｎ Ｍ， Ｓｋáｋａｌｏｖá Ｖ， ｅｔ ａｌ． Ｓｙｎｔｈｅｓｉｓ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｃｏｎ ｄｕｃｔｉｎｇ ｐｏｌｙｍｅｒ ｔｈｉｎ ｆｉｌｍｓ［ Ｊ］ ． Ｄｉａｍｏｎｄ Ｒｅｌａｔ Ｍａｔｅｒ， Ｊｏｓｈｉ Ｋ Ａ，Ｐｒｏｕｚａ Ｍ，Ｋｕｍ Ｍ，ｅｔ ａｌ． Ｖｔｙｐｅ ｎｅｒｖｅ ａｇｅｎｔ ｄｅｔｅｃｔｉｏｎ ｕｓｉｎｇ ａ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｂａｓｅｄ ａｍｐｅｒｏｍｅｔｒｉｃ Ｗａｎｇ Ｈ Ｓ，Ｌｉ Ｔ Ｈ，Ｊｉａ Ｗ Ｌ，ｅｔ ａｌ． ｌｙ ｓｅｌｅｃｔｉｖｅ ａｎｄ ｓｅｎ ｓｉｔｉｖｅ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｄｏｐａｍｉｎｅ ｕｓｉｎｇ ａ Ｎａｆｉｏｎ ／ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏｔｕｂｅｓ ｃｏａｔｅｄ ｐｏｌｙ（３ｍｅｔｈｙｌｔｈｉｏｐｈｅｎｅ） ｍｏｄｉｆｉｅｄ ｅ ｒｅｓｐｏｎｓｉｖｅ ｓｈｅｌｌｓ ｂｙ ｓｕｒｆａｃｅ ＲＡＦＴ ｐｏｌｙｍｅｒｉｚａｔｉｏｎ［ Ｊ］ ． ［１０］ · ２６９· ７９（２） ：４５３４５８． ［３１］ Ｘｉａｏ Ｙ，Ｓｈｌｙａｈｏｖｓｋｙ Ｂ，Ｐｏｖｏ Ｉ，ｅｔ ａｌ． Ｓｈａｐｅ ａｎｄ ｃｏｌｏｒ · ２７０· ! " ｏｆ ａｕ ｎａｎｏｐａｒｔｉｃｌｅｓ ｆｏｌｌｏｗ ｂｉｏｃａｔａｌｙｔｉｃ ｐｒｏｃｅｓｓｅｓ ［ Ｊ］ ． ２１（５） ：７０５７１１． Ｌａｎｇｍｕｉｒ，２００５，２１（１３） ：５６５９５６６２． ［３２］ ２０１１ $ # ［３３］ Ｓｖｅｎｓｓｏｎ Ｋ，ｂｕｌｏｗ Ｌ，Ｋｒｉｚ Ｄ，ｅｔ ａｌ． Ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｉｏｎ ａｎｄ ｅ ｖａｌｕａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｍｅｔｈｏｄ ｆｏｒ ｄｅｔｅｒｍｉｎａｔｉｏｎ ｏｆ ｅｔｈａｎｏｌ ｗｉｔｈ Ｌｉｕ Ｓ Ｎ，Ｃａｉ Ｃ Ｘ． Ｉｍｍｏｂｉｌｉｚａｔｉｏｎ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ａｌｃｏｈｏｌ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ ｏｎ ｓｉｎｇｌｅｗａｌｌｅｄ ｃａｒｂｏｎ ｎａｎｏ ｔｕｂｅｓ ａｎｄ ｉｔｓ ａｐｐｌｉｃａｔｉｏｎ ｉｎ ｓｅｎｓｉｎｇ ｅｔｈａｎｏｌ［ Ｊ］ ． Ｊ Ｅｌｅｃ ｔｈｅ ＳＩＲＥ Ｂｉｏｓｅｎｓｏｒ Ｐ１００，ｕｓｉｎｇ ａｌｃｏｈｏｌ ｄｅｈｙｄｒｏｇｅｎａｓｅ ｔｒｏａｎａｌ Ｃｈｅｍ，２００７，６０２（１） ：１０３１１４． ａｓ ｒｅｃｏｇｎｉｔｉｏｎ ｅｌｅｍｅｎｔ［ Ｊ］ ． Ｂｉｏｓｅｎｓ Ｂｉｏｅｌｅｃｔｒｏｎ，２００５， !"#$%&'()*+,-./01 23456789:; Ｆａｒｈａｎａ Ｓ． Ｓａｌｅｈ１ ， Ｔａｋｅｙｏｓｈｉ Ｏｋａｊｉｍａ１ ， $%&２ ， １ '()* （１． BCDEFGHIJGK， LM BC ２２６８５０２； ２． NCOIPGQRSTU，VQPGWXYOZJG[\STU， NC １００１９０） <=： @AHJG]'^()*+（ ＰＰＳ） ,-J_`a./01，b9cdefghi（ ＮＡＤＨ） jJ_HJGkJl（ H 5） ，mnop;<qri_stu;<23HJG=>?． vH5p ０． ０ Ｖ w，x ＮＡＤＨ yz{|_kJ}-． ~`Y( )*+€p9H‚ƒ（ － ０． ４８ Ｖ） ，„- †kJ}-． ‡ˆ‰sŠ‹wst]ŒŽ：v=>?_./01_‘， ＋ ’“Ji_‘，ＮＡＤ _”•b8–—_ ｐＨ ˜-™š›œ_}-． žŸJ67_;<=>?: ０． ２ Ｖ H @_¡¢•d ２． ０ μＡ·ｃｍ －２ ·ｍＭ －１ ，£Œ¤d ３６ μｍｏｌ·Ｌ －１ ，x;<œ ． Ž¥¦{|_§“}，¨©Œ“ ４５ ｍｉｎ ª，œ@H« d®¯°_ ７％ ． M±_²³dHJG23=>?_´µ¶·¸¹ºµ_»¼． >?@： ()*+（ ＰＳ） ； HJG'^； efghi（ ＮＡＤＨ） ； `a./01（ ＳＷＣＮＴ） ； HkJ ¬­